生物物理学报2014年4月 第30卷第3期:182—192 www.cjb.org.cn ACTA BIOPHYSICA SINICA Vo1.30 No.3 Apr.2014:182-192 细胞骨架动态重组及其力学行为研究进展 贾康昱, 刘小虎 华中科技大学力学系,武汉430074 收稿日期:2014.04.01;接受日期:2014.04.20 基金项目:国家自然科学基金项目(111172110) 通讯作者:刘小虎,电话:(027)87543538,E-mail.xhliu@hust.edu.cn 摘要:细胞骨架是生物大分子在力学.化学.生物学耦合作用下形成的一个动态平衡系统,是具 有多尺度特征的动态纤维网络结构。在细胞铺展、迁移及细胞力传导等生理过程中,细胞骨架 均起着重要作用,其多态性微结构及其动态重组行为决定着细胞的力学行为。因此,探索细胞 骨架在这些生理过程中的微观机制有重要意义。文章从实验及理论模型两个方面.对细胞骨架 的动态重组及其复杂力学行为的研究进行梳理总结,并对未来可能的发展方向和应用前景进行 展望。 关键词:分子细胞生物学;细胞骨架;微结构;动态重组;力传导 中图分类号:Q66 D0I:】0.3724/sP.J.】260.201 4.40048 引 言 随着微纳米科技的迅猛发展,人们不仅可以认识组织、器官层次上由于基因缺陷、疾 病、伤口等因素造成的长期生理过程,还能够观察到细胞在外界诱导下发生的细胞铺展、 迁移、生长、分化等一系列生理过程。近年来,人们陆续发现了细胞在不同时间尺度和空 间尺度下的许多重要现象【”,其中,细胞力传导过程fcellular mechanotransduction)是近期 个非常重要的发现[z3]。简单而言,细胞力传导过程就是指细胞与外界环境接触时,外界 力信号通过不同方式传递到细胞内部,影响细胞骨架纤维的生长/解聚 (growth/depolymerization)和交联/分离(cross—linking/unbinding)等生理过程,使得细胞对 力刺激产生一系列动态响应。而这些响应反过来又会对环境产生影响,使得细胞最终达到 力.化学.生物的平衡状态。细胞力传导对细胞和生物组织的多种生理过程有着极其重要的 影响,探索和揭示细胞力传导机制,不仅是生物医学组织工程快速发展的需要,也是众多 科学家追求的目标之一,对于生物医学工程乃至生命科学的发展有着深远的意义。目前, 人们对细胞力传导的微观机制仍然缺乏深入认识,但一个普遍认同的事实就是,细胞骨架 在细胞力传导过程中扮演着极其重要的角色。 细胞骨架是一个极其复杂的生物分子系统,其中,分子尺度的组分一起组成了介观尺 度的结构,而介观尺度的结构又进一步耦合相互作用,组成了接近连续介质尺度的网络结 贾康昱等:细胞骨架动态重组及其力学行为研究进展 构。在这一多尺度耦合的系统中,分子尺度的微观信息最终决定了宏观尺度结构的性质, 而宏观、介观尺度结构反过来又影响了分子尺度结构。 细胞骨架支撑了细胞整体结构。它不仅决定了细胞的力学行为及稳定性,而且还控制 了细胞的移动和变形,帮助细胞完成生物分子的输运 等多种生物功能。在细胞铺展、迁 移、生长、分化及对外界环境响应等一系列生理过程中,细胞骨架均起着重要作用[5 。此 外,细胞骨架网络结构表现出不同于普通纤维网络结构的半柔性(semi.lfexible)特性。真 实描述和定量表征细胞骨架动态结构及其力学特性,是探索和揭示细胞力传导行为的关键 所在。 学者们对细胞骨架进行了大量的实验和理论建模研究,本文旨在对其进行梳理总结。 由于篇幅所限,我们全面地回顾该领域研究现状的同时,只对几个有代表性的例子进行重 点介绍。下面分别从实验发现的诸多现象及理论模型两个方面进行综述。 细胞骨架动态特性及微观机制的实验研究进展 细胞骨架的组成及其微观机制 人们一般采用基因敲除fgene knockout)、基因抑制(gene knockdown)、基因过度表达 fgene overexpression)等基因技术来消除、减少或者增加某种蛋白质的表达,从而对在体 fin vivo1细胞的细胞骨架形成的微观机制进行研肃【目。而且,这一过程可以通过采用纯化蛋 白分子、重构细胞骨架纤维网络来印证,即结合高解析度光学显微镜、原子力显微镜 fAFM)、微射流(microfiuidic ietting)等实验手段,对细胞骨架结构进行直接观察、操作及 重构。目前,人们对细胞骨架的组成,以及各组分在分子层次上的动态特性已经有了一定 程度的认识[ 蚓。 细胞骨架中的肌动蛋白纤维、微管和中间丝三种组分之间通过特异性连接(通过连接 蛋白相互交联)和非特异性连接(在空间上相互缠绕连接)的方式相互连接【n],是一种极其 复杂的多态性动态网络结构。它与细胞膜、细胞核、细胞液及细胞液中溶解的蛋白质分子 等相互作用,组成了亚浓溶液网络结构(semidilute network),将一堆表面上看起来杂乱无 序的分子构成高度有序的生物活体细胞阎。细胞骨架的三种组分中,微管刚度最大且组装和 解聚过程最复杂。微管的持久长度(persistence length)较大,最大可达到毫米量级,能够 形成横跨整个细胞尺度的管道,并且可在一定外力作用下发生屈曲[12]。微管可以在聚合态 (稳态生长)和解离态(迅速解聚缩短)两个状态之间进行转换[13]。肌动蛋白纤维的刚度比微 管小很多,但可以在交联蛋白的促进下形成各向同性网络结构、聚束网络结构和分支网络 结构等高度有序的网络结构。肌动蛋白纤维能在核苷酸(ATP及GTP等)、应力等因子 和局部信号的作用下不断地组装生长,为迁移细胞前进端提供持续的动力i14],而其主要模 式分为两种:1)用多束排列有序的肌动蛋白纤维支持迁移细胞伪足的前伸,该现象往往发 生在化学极化作用(细胞沿化学梯度方向运动)和细胞与外界之间的相互作用过程中。例如 在粘附成纤维细胞中,细胞表面受体分子,即整联蛋白(integrins),同其配体相互结合时, 形成收缩性肌动蛋白纤维束结构,即应力纤维(stress fibers,SFs)t15 ̄;2)用高度分叉的纤维 网络结构支撑迁移细胞的前伸边缘并产生力,以改变细胞的形状。例如处于迁移过程的白 www.eib.org.Cn l ACTA BIOPHYSICA SINICA 183 生物物理学报2014年第3O卷第3期 细胞,在细胞表面受体分子感知进而传导进细胞的信号作用下,细胞的前端组装形成具有 前伸性、高度分叉的肌动蛋白纤维网络结构[1司。中间丝是细胞骨架纤维中刚度最小的一个, 中间丝能通过网蛋白(plectins)同肌动蛋白纤维和微管连接,使得细胞骨架能够更好地承受 拉力/压力作用旧。许多类型的细胞在机械力的刺激作用下能够组装中间丝,例如在呼吸道 上皮细胞中,角质蛋白中间丝在呼吸气流的剪切力作用下形成网状结构,帮助细胞承受剪 切应力【阍。此外,肌动蛋白纤维和微管都是极化聚合物,组成它们的单体在分子层次结构 上是非对称的。由于结构的极化性,这两种聚合物都能够当作分子马达f如肌球蛋白、驱 动蛋白等1的轨道,使其沿着单一方向移动。 近年来的一系列细胞骨架体外重构(reconstitute in vitro)实验研究了细胞骨架纤维的分 子组成及动态微观机制[19 。例如,Bieling等【 9】通过体外重构实验及荧光标记法,对在调 控微管正端动态行为过程中起到重要作用的正端连接蛋白家族(+TIPs)的微观分子机制进 行了研究,指出这一动态过程中只涉及到三种正端连接蛋白(Mal3、Tipl和Tea2驱动蛋 白)来保证微管正端的正常功能。J6gou等陶采用微流体(microfluidic flow)对肌动蛋白纤 维施加拉力,发现锚定的成蛋白(formin)mDial能够感知并维持肌动蛋白纤维的张力。而 且,在拉力作用下,肌动蛋A纤维的生长速率增加了两倍。J6gou等进一步指出,除了肌动 球蛋A#I-,在锚定的成蛋白帮助下,解聚的肌动蛋白纤维也能够产生拉力。 尽管有越来越多的与细胞骨架功能相关的蛋白质分子不断被发现,但细胞骨架单体蛋 白分子与骨架纤维之间相互作用、进而形成大尺度层次上细胞骨架的微观分子机制目前仍 然不清楚。总之,细胞骨架是一个动态的多尺度结构,它在宏观空间尺度上表现出的有序 行为,是由细胞内部纳米尺度组分在外部条件和物理.化学规律约束下进行自组装而形成 的。从细胞骨架的微结构形成过程着手,对其微观机制进行研究显得非常必要。 细胞骨架动态力学特性 流变学方法(rheology),如光镊钳(optical tweezers)、微吸管(micropipette)、原子力显 微镜(A FM)等,已经被广泛用于研究细胞的力学性质 。在许多实验中,人们都观察到 了细胞骨架网络并不是简单均匀、各向同性的网络结构,它在空间尺度和时间尺度上呈现 高度各向异性,并具有主动和被动两方面的力学行为闭。传统的宏观微流变学方法 (macroscopic rheology)难以获得细胞骨架网络结构的局部非均匀性以及动态重组特性。 Crocker等 采用动态微流变学(active micro—rheology)测量方法,在细胞骨架中嵌入磁性 和非磁性颗粒,并施加磁场,根据磁性颗粒的位移确定细胞骨架粘弹性性质对频率的敏感 度,通过观察悬浮的非磁性颗粒的受迫运动获得细胞骨架纤维网络结构的变形场,研究局 部非均匀性以及应力传播过程。Liu等 认为细胞骨架的局部柔度取决于其组分的尺寸比 例,以及网络结构或其组分的特征长度尺度。 作用在细胞上的机械力,对细胞骨架纤维的生长/解聚和交联/分离进程有显著影响, 例如,遇到阻力时,微管的生长速度随着阻力的增大呈指数衰减[31],少数肌动蛋白纤维的 聚合过程也受到类似的力效应影响[32]。当树枝状纤维网络在AFM悬臂末端重新生成时,逐 渐增加其承载力,树枝状肌动蛋白纤维网络在很大范围力的作用下都以一个恒定的速度生 长[33】。在测量爬行细胞板状伪足前突的实验中,逐渐增大载荷,同样可以观察到肌动蛋白 ACTA BIOPHYSICA SINICA I Vo1.30 No.3 l Apr.2014 184 贾康昱等:细胞骨架动态重组及其力学行为研究进展 纤维网络仍然以恒定速度生长,不受载荷大小的影响 。成纤维细胞的活体实验中发现, 在幅值为2%~20%的循环应变作用下,成纤维细胞的排列方向同循环应变的方向垂直[35,3司。 细胞内部及外界诸多因素共同决定了细胞骨架的多态性结构,细胞骨架结构则决定了细胞 的动态力学行为。 在外界刺激及细胞内部蛋白分子的影响下,细胞骨架可以形成多种超结构吲,例 如纤维束状[38】、集簇状 、树枝状[加]和层状结构[4l1,其中,层状结构的细胞骨架比较特别, 它是紧挨细胞膜内侧形成的一个层状纤维网络,对细胞膜起一定支撑作用。而且,细胞膜 同肌动蛋白皮质层之间的相互连接(membrane.to—cortex a ̄achment,MCA)在细胞膜变形 过程中起着十分重要的作用。例如,Diz.Mufioz等 研究了在体条件下斑马鱼(zebrafish) 胚胎中胚层和内胚层祖细胞(progenitor cells)的MCA,通过干涉皮质层和细胞膜连接分子 的活性,并用AFM测量MCA的变化,发现伴随着中内胚层祖细胞MCA的减少,膨胀均 匀扩展的细胞比例会增大,有向迁移细胞的比例会减少。 还有学者结合细胞骨架体外重构及AFM技术研究了细胞骨架的力学特性及其动态重组 行为[43^4刀,发现细胞骨架表现出独特的动态非线性流变学性质。例如,Chaudhuri等[43】采用 基于AFM的微流变学方法,测量了细胞骨架中肌动蛋白纤维网络结构与频率相关的粘弹性 模量。他们发现,在弹性临界应力以上,应力处于应力软化区域时,网络的弹性逐渐减小; 当应力卸载到临界应力时,测量得到的储能模量同加载到临界应力时的储能模量相同,即 肌动蛋白网络的应力软化行为是可逆的。MacKintosh等M发现细胞骨架的剪切模量会在 10%左右的应变水平下提升一个数量级。此外,细胞骨架网络结构在受到剪切作用时表现 出负的正应力,与柔性聚合物网络结构截然相反 ,并且,半柔性纤维网络结构比柔性网 络结构表现出更强的非线性剪切硬化现象 。 Risca等 采用体外重构技术和高解析度光学显微镜研究了细胞骨架肌动蛋白纤维在聚 合过程中的关键步骤。实验观察到施加在细胞骨架上的外力使得细胞骨架纤维发生弯曲, 这反过来又导致细胞骨架纤维向与力相反的方向生长。在细胞膜附近,肌动蛋白往往形成 零点几微米长的纤维网络,纤维因受到来自细胞膜的表面力的作用而发生弯曲,其凸曲的 侧fconvex side)正好面对着细胞膜,这又促使纤维新的分叉朝着细胞膜生长,形成新的 抵抗外力的结构。这种基于曲率的力学.化学耦合作用可能是肌动蛋白聚合/解聚与细胞前 端细胞膜表面力的正反馈回路的一部分,能够帮助肌动蛋白纤维朝细胞膜表面聚合生长, 从而使细胞发生前凸或者运动迁移。极化细胞前端受到的压力作用和“前端蛋白”Arp2/3 起促进了分叉状网络结构的生长,而细胞后端的Ⅱ型肌动球蛋白等“后端蛋白”产生拉 力,使得细胞后端收缩[49]。Uyeda等 指出,在细胞后端也存在一个直接的力反馈回路,其 中,拉伸应力改变了肌动蛋白纤维的构型,使得肌动蛋白纤维更容易同Ⅱ型肌动球蛋白结 合,而Ⅱ型肌动球蛋白反过来增大了纤维的拉力。 除了以上介绍的学者们对亚细胞层次上细胞骨架动态特性的研究之外,还有学者对细 胞骨架网络结构在大尺度组织运动中起到的作用进行了研究。例如,Solon等[51]研究果蝇胚 胎背部闭合(dorsal closure)过程时发现,在外胚层前部边缘细胞的前端聚集了大量的肌动 蛋白及Ⅱ型肌动球蛋白,形成了一个超细胞肌动蛋白索,能够收缩产生张力。与此同时, www.ejb.or9.Cn I ACTA BIOPHYSICA SINICA 185 生物物理学报2014年第3O卷第3期 背部鳞片状上皮组织f羊浆膜1产生收缩拉动侧面的外胚层向中间闭合。羊浆膜产生的脉动 收缩力使得前端产生瞬态位移,而肌动蛋白索的连续收缩作用则保证了这一位移不会侧向 恢复。据此,当肌动蛋白纤维及羊浆膜二者的收缩特性结合起来时,前端就会以一种棘轮 (ratchet)形式移动,果蝇胚胎背部最终闭合。 从上述实验结果可以发现,第一,细胞骨架与其组分纤维拥有不同的特征长度,具有 多尺度特征。第二,细胞骨架大尺寸的长时间有序行为是由细胞内部组分在外部条件和物 理.化学规律约束下进行自组装形成的。第三,细胞骨架结构决定细胞的物理性能。细胞 骨架的几种组分可以构成形态各异的细胞骨架结构,这些结构,而不是细胞内部各个细胞 器的简单叠加,决定了细胞的物理特性。第四,细胞骨架能够对外界环境的机械力刺激做 出主动和被动响应,细胞在不同时间尺度上的行为。 细胞骨架动态特性及微观机制的理论模型进展 结合力学、化学和生物学理论对细胞骨架进行建模,能够验证、重现实验现象,解释 实验现象背后的深层次微观机制,还可以预测未发现的细胞骨架行为,促进实验技术及方 法的发展。人们根据感兴趣的尺度大小,已经建立了不同的细胞骨架模型,描述细胞骨架 在不同尺度实验中所表现出来的特性。这些模型可以分为连续介质模型和离散模型两类, 下面将分别进行综述。 细胞骨架的连续介质模型 连续介质模型实际上把细胞骨架当作连续体,建立其力学本构模型f应力.应变关系)。 些学者根据不同的实验现象,采用不同复杂度的本构模型来描述细胞骨架的力学行为, 例如简单的弹性和粘弹性模型、多孔弹性介质(poroviscoelastic continuum)模型【52]、多孔胶 体(porous ge1)模型田圾软玻璃材料(soft glassy materia1)模型【 等。 细胞骨架的生物力学和生物化学性质取决于细胞液中浓度不断变化的带电或不带电的 高分子、离子及其它分子组分之间的相互作用[2刀。鉴于细胞骨架结构的复杂性,一些学者 提出了多相介质模型fmulti.phasic mode1)[5 -58]和动态向列晶体模型(dynamic nematic liquid crystal mode1)t591。细胞骨架的多相模型描述了细胞中固体组分、流体组分及某些情况下离子 组分之间的相互作用,一定程度上反映了细胞骨架的粘弹性物理机制。Vernerey等 考虑 了细胞内部与收缩行为相关的四个要素(细胞骨架、细胞液、应力纤维和肌动蛋白单体)及 它们之间的相互作用,提出了一种约束多相混合模型(constrained mixture mode1),研究了 细胞骨架通过黏着斑同细胞外基质(extracellular matrix,ECM)之间的动态力学行为。多 相模型的一个主要缺点是建模难度较大,需要进行一系列实验测试来校核模型参数。Zeng 等【铡将细胞内肌动蛋白网络的动态聚集行为同向列液晶胶体的有向性质进行类比,依据介 观层次上肌动蛋白网络从各向同性液晶体到向列液晶体相变的现象[6o,6 ],提出了动态向列晶 体模型,采用向列液晶体材料本构关系来模拟细胞骨架中的肌动球蛋白纤维的动态行为。 还有学者采用连续介质模型模拟了肌动蛋白纤维在循环载荷作用下的动态力学响 应[62--1o5]。例如,Dowling等[62]提出了针对软骨组织的三维代表单元法(3一D representative ACTA BIOPHYSICA SINICA I Vo1.30 No.3 I Apr.2014 贾康昱等:细胞骨架动态重组及其力学行为研究进展 volume element,3-D RYE),研究了软骨细胞在动态循环载荷作用下产生的肌动蛋白网络 结构的解聚等现象。模型中,RVE包含了一个软骨细胞及其细胞周围的基底,且为了预测 软骨细胞的生物力学性能,该模型还考虑了肌动蛋白细胞骨架的重组和收缩性质。模拟表 明,局部的缺陷显著影响了细胞的变形,增加了细胞核所承受的应力,改变了肌动蛋白骨 架的分布。 本质上讲,连续介质力学模型是一种粗糙的模型,它将细胞各种离散纤维的贡献用宏 观尺度上的均匀化方法表示为一个全局性的应力.应变关系。连续介质模型的主要缺点为: 1)无法揭示细胞骨架的微观结构;2)无法全面地考虑细胞骨架的动态特性,而且,模型中 的参数数量有限且不随时间变化,但实验发现细胞骨架本身表现出幂指数流变性能,这意 味着模型必须包含无穷多个时间尺度 ;3)不能考虑细胞骨架受到细胞液分子无规则运动 产生的布朗运动效应,而这一行为在细胞力学中扮演着重要角色 。 细胞骨架的离散模型 与连续介质模型不同,细胞骨架离散模型认为细胞骨架由大量的离散应力承载单元组 成,每一个离散单元满足力平衡条件、几何相容条件及外部约束条件 --70]。Coughlin等 采 用肌动蛋白二维索网结构近似细胞骨架,通过增加连接点数量的方法,模拟了细胞骨架的 铺展过程;Head等阎采用二维随机半柔性链网模型模拟皮质层肌动蛋白纤维网络,研究了 皮质层肌动蛋白柔韧性对细胞力学性能的影响。为了提高计算效率,Roy等 使用了代表体 积单元方法,RVE由四个半柔性链f主链)和四个等效弹簧组成,代表各向同性的半柔性 链网结构单元,于是,细胞骨架就视为由许多RVE单元组成的半柔性链网。但是,RVE均 匀化忽略了细胞骨架的局部非均匀性,不能反映细胞骨架对局部外界刺激所产生的动态响 应。Ingber等[74,75]根据建筑结构中的张拉整体结构,考虑细胞骨架中的微管及肌动蛋白纤维, 提出了一个细胞骨架张拉整体结构模型,假设细胞骨架包含了预先拉伸应力(预应力)来维 持细胞形状和结构稳定性。细胞骨架的预应力主要由肌动蛋白.肌球蛋白收缩产生,大部 分预应力与细胞在黏着斑处的锚定力平衡,其余部分由微管承受。Barreto等 提出了单个 粘附细胞的多结构三维有限元模型,该模型包括了细胞质中的预应力纤维束和微管、细胞 核及肌动蛋白皮质层。他们采用该模型研究了载荷作用下不同细胞骨架组分所起到的不同 生物物理及生物化学作用。计算模拟结果显示,肌动蛋白皮质层及微管是抵抗压力的主要 组分。然而,这些模型都过于简单,并未考虑细胞骨架的动态重组行为,即细胞骨架纤维 的生长/解聚及交联/分离。 Maurin等[ 采用由大量颗粒单元组成的颗粒模型来模拟细胞的动态铺展过程,该模型 包括三种类型的小颗粒,分别表示细胞核、细胞骨架和细胞膜。细胞质颗粒之间采用线弹 性弹簧和杆连接,分别代表肌动蛋白纤维和微管,并假设了微管的动态聚合规则来模拟细 胞骨架结构的主动响应过程。该颗粒模型能够描述充分铺展的细胞内细胞骨架应力的分布 情况。Kang等[78,79]采用了一种基于蒙特卡洛(Monte Carlo)方法的随机模型,研究了循环拉 伸载荷作用下,肌动蛋白纤维网络结构的应力分布及重组过程。该模型表明,在循环拉伸 载荷作用下,为了减小节点力合力,节点位置发生了改变,致使纤维沿着同拉力垂直的方 向排列,而细胞骨架网络中纤维的应力也减小。这几个模型简单地将细胞骨架纤维用弹簧、 www.cjb.org.crl I ACTA BIOPHYSlCA SINICA 187 生物物理学报2014年第30卷第3期 杆等离散单元来代替,没考虑细胞骨架纤维的半柔性特征,不能描述细胞骨架纤维的微观 机制及热力动。 还有学者借鉴建筑结构工程中平衡找形(form.finding)的概念来寻找细胞骨架结构的自 然形态。Gong等【删采用一个二维找形模型来研究肌动蛋白纤维网络的弹性性质。该模型 中,肌动蛋白纤维及纤维交联蛋白最初呈随机分布,然后不断地迭代计算直到由最初的随 机分布阵列形成一个稳定的平衡构型。该模型考虑了肌动蛋白纤维密度和长度、交联蛋白 附着点的距离及整个计算域尺寸,最终得到的构型同真实细胞骨架的网络拓扑结构有一定 程度的相似。但是,这种细胞骨架纤维网络模型无法反映细胞骨架结构的动态特征,不能 描述纤维同细胞液之间的相互作用,也不能反映纤维的弯曲变形。 前面提到的理论模型都未能包含细胞骨架微观分子层次的信息,不能很好地解释细胞 骨架动态结构的分子机理,有学者试图从分子层次出发来研究细胞骨架动态行为的微观机 理,例如采用MD(molecular dynamics1方法模拟肌动蛋白单体的折叠、变构等行为【 ”。 MD方法能够准确地模拟肌动蛋白单体的动力学行为,但是,囿于计算规模的,MD方 法远远不能描述完整细胞骨架真实行为的微观机制。即使是单个肌动蛋白纤维尺度,其中 也包含了许多肌动蛋白单体,MD模拟依然无法达到这一计算规模I82]。 因此,有研究者借助统计力学中的粗粒化方法(coarse.graining method,CG)将分子团 等效为准颗粒,将复杂的现象映射到简单的更加容易计算、分析的模型之上。Kim等[83】提 出了一种布朗动力学模型(Brownian dynamics,BD),考虑了肌动蛋白纤维的热力动和 肌动蛋白单体聚合行为,并通过两种交联蛋白分子形成两种交联网状形态,即由01.辅肌动 蛋白fOL—actinin)形成的平行纤维束形态和细丝蛋白(iflamin)形成的垂直交联纤维束形态, 该交联网络表现出与实验观察类似的结构形态和流变学样式。然而,Kim等所采用的BD 模型可以达到的计算时间尺度及空间尺度仍十分有限,为了解决这一问题,Chandran等【 进一步对细胞骨架纤维进行粗粒化,将肌动蛋白纤维段转化为圆柱状片段,采用粗粒化BD 模型模拟半柔性纤维的布朗运动,将半柔性纤维理想化为串联在一起的柔性杆,并在杆上 施加布朗力。Cyron等【铂-89]采用梁模型来粗粒化近似细胞骨架纤维,建立随机偏微分方程 fstochastic partial differential equations,SPDEs),通过有限元离散并用向后欧拉法求解,其 计算效率较Kim等提出的模型高出两个量级左右。类似地,Lin等 提出基于Langevin动 力学的有限元.郎之万动力学(ifnite element.Langevin dynamics,FEM.LD)方法,研究了 随机交联肌动蛋白纤维网络结构的力学行为。发现随着变形的增加,这些网络结构的力学 响应从熵弹性主导模式转换为由纤维弯曲模式主导,最终由纤维拉伸模式主导。出现这些 转折点的宏观应力分别大约在初始体积模量的1%和10%,同近期的实验观察现象一致。并 且,该方法对于简单问题所得到的解同经典模态分析所预测的结果相近,验证了该方法的 有效性。 这些方法能够描述半柔性纤维从刚硬到半刚硬及半柔性的动态行为,并在某种程度上 考虑了细胞骨架纤维同细胞液之间的相互作用,但没有考虑细胞骨架生长/解聚、交联/分 离的动态行为。此外,由于肌动蛋白纤维带电(其线电荷密度为4 e/nm)t9“,而细胞液中也 包含有各种带电颗粒及带电离子,因此,细胞骨架纤维同纤维单体之间、带电颗粒同纤维 188 ACTA BIOPHYSICA SINICA I Vo1.30 No.3 l Apr.201 4 贾康昱等:细胞骨架动态重组及其力学行为研究进展 之间会产生静电作用;而且,除了非均匀布朗力之外,其它水动力相互作用产生的非均匀 拽力对细胞骨架纤维的运动和变形也有很大的影响,这些在该模型中都未考虑。 总结与展望 目前,人们已经从实验现象上对细胞骨架有了一定的知识积累,并建立了基于传统连 续介质和离散结构等理论的细胞骨架模型,但是,这些理论模型并不能很好地复现实验结 果,存在不同程度的缺陷:连续介质模型没有揭示细胞骨架的微观结构,未考虑细胞骨架 纤维受到细胞液分子无规则运动作用而产生的布朗运动;传统的细胞骨架离散模型,如预 应力索网模型、半柔性链网模型、张拉整体模型等虽然考虑了细胞骨架的部分微观组分, 但都以人为假定的结构形状为基础,不能描述细胞骨架纤维的布朗运动及动态重组的微观 机制;颗粒模型、找形模型、传统粗粒化布朗动力学模型没有将细胞骨架纤维的生长/解 聚和交联/分离过程同细胞骨架的力学行为耦合起来,而且也未考虑静电力以及水动力相 互作用。 综上所述,需要解决的基本问题如下:11细胞骨架多态性的动态结构形成机制及其多 尺度定量表征;2)细胞骨架同细胞液之间水动力耦合作用的定量表征;3)细胞骨架应力软 化可逆性的微观机制描述;41细胞骨架对机械力刺激的动态反馈机制及定量表征等。 因此,未来细胞骨架的理论研究需要从细胞骨架的微观动态结构出发,以细胞骨架结 构的多尺度和多态性实验为基础,考虑生物、力学、化学多学科交叉耦合,建立基于微观 尺度、介观尺度相互关联的细胞骨架生物网络结构模型,兼顾计算空间与计算效率的平衡。 探索细胞骨架复杂的多态性微结构的形成过程和机制,揭示细胞骨架的动态反馈行为及复 杂的力学性能,为细胞骨架体外重构、生物组织体外培养等提供理论基础,从而推动生物 医学工程及生命科学的发展。 参考文献: 1. Buehler MJ,Yung YC.Deformation and failure of protein 6. Bray MP,Adams WJ,Geisse NA,Feinberg AW,Sheehy SP,Parker KK.Nuclear morpholgy and defoormation in engineered cardiac myocytes and tissues. B『omafer『a『s. materials in physiologically extreme conditions and disease. Nat Ma 2009,8(3):175 1 88 2. Engler AJ,Sen S,Sweeney HL,Discher DE.Matrix 2010,31(19):5143-5150 7.Yuan B,Jin Y,Sun Y,Wang D,Sun J,Wang Z,Zhang W,Jiang X.A strategy for depositing diferent types of cells in three dimensions to mimlc tubular structures in elasticity directs stem cell lineage speciifcation.Cell,2006, 126(4):677 689 3. Kolahi KS,Mofmd M.Mechanotransduction:A major regulator of homeostasis and development. Wiley 8. tissues.Adv Mater,2012,24(7):890-896 Fletcher DA. Mullins RD. CelI mechanics and the Interdiscip Rev Syst Biol Med,2010,2(6):625-639 4. JOrdan MA. Wilson L. Microtubules as a target for cytoskeleton.Nature,201 0.463(7280):485—l492 9.Pontani LL,van der GuchI J,Salbreux G,Heuvingh J, Joanny JF,Sykes C. Reconstitution of an actin cortex anticancer dmgs.Nat Rev Cancer,2004。4(4):253-265 5. Jiang XY,Takayama S,Qian XP,Ostuni E,Wu HK, Bowden N,LeDuc P, Ingber DE, Whitesides GM. inside a liposome.Biophys J,2009,96(1):192-198 1 0.Lee H,Ferrer JM,Nakamura F,Lang MJ。Kamm RDControlling mammalian cal sprleading and cytoskeletal arrangement with conveniently fabdcated continuous wavy Passive and active microrheology for cross.1inked F.actin features on poly(dimethylsiloxane).Langmuir,2002,18(8): 3273-3280 networks in vitro.Acta B『0mafe 2010,6(4):1207 ̄1218 1 1.Campellone KG,Webb NJ,Znamemski EA.Welch MDwww.cjb.org.cn I ACTA BIOPHYSICA SINICA 189 生物物理学报2014年第30卷第3期 WHAMM is an Arp2/3 complex activator that binds microtubules and functions in ER to Golgi transport.Ceil, 29.Crocker JC,Valentine MT,Weeks ER,Gisler T,Kaplan PD,Yodh AG,Weitz DA.Two-point microrheology of 2008,134(1):148 161 12.Brangwynne CP,MacKintosh FC,Kumar S,Geisse NA, Talbot J,Mahadevan L,Parker KK.Ingber DE,Weitz DA. Microtubules can bear enhanced compressive loads in living cells because of lateraI reinforcement.J Cell Bio inhomogeneous soft materials.P,'ys Rev Lett,2000,85(4): 888 30.Liu J,Gardel ML,Kroy K,Fray E,Hoffman BD,Crocker JC,Bausch AR,Weitz DA Microrheology probes length scale dependent rheology.P 118104 Rev Lett,2006,96(1 1): 2006,173(5):733’741 1 3.Holy TE,Leibler S.Dynamic instability of microtubules as an efficient way to search in space.Proc NaU Acad Sd 31.Dogterom M,Yurke B.Measurement of the force-velociy trelation for growing microtubules.Sconce,1997,278(5339): 1994,91(12):5682 5685 14.Pollard TD,Borisy GG.Cellular motility dnven by assembly and disassembly of actin filaments.Cell,2003,1 12(4): 453-465 1 5.Naumanen P,Lappalainen P,Hotulainen P.Mechanisms of actin stress fibre assembly.J Microsc-Ox ̄,2008,231(3): 446-454 1 6.Parent CA.Making al lthe right moves:Chemotaxis in neutrophils and Dictyostelium.Curr Opin Cell Biol,2004, 16(11:4—13 1 7.Wiche G.Role of plectin in cytoskeleton organization and dynamics.J Cell Sc/,1 998,1 1 1(17):2477-2486 1 8.Flitney EW,Kuczmarski ER,Adam SA,Goldman RD. Insights into the mechanical properties of epithelial cells: the effects of shear stress on the assembly and remodeling of keratin intermediate filaments.FASEB J. 2009,23(7):21 10 21 19 19.Bieling P,Laan L,Schek H,Munteanu EL,Sandblad L, Dogterom M,Brunner D,Surrey T.Reconstitution of a microtubule plus-end tracking system in vitro Nature,2007, 450(7172):1 100 1 105 20.Stachowiak JC,Richmond D Lj Li TH,Liu AP,Parekh SH, Fietcher DA. Unilamellar vesicle formation and encapsulation by microfluidic jetting.Proc Nat/Acad Sci, 2008。105(12):4697 4702 21.Liu AP,Fletcher DA.Biology under construction:In vitro reconstitution of cellular function.Nat尺ev Mof Cell Bio^ 2009,1 O(9):644~650 22.Dogterom M,Surrey T.Microtubule organization in vitro. Curt Opin Cell B『0‘2013,25(1):23~29 23. Fietcher D. Cytoskeletal assembly under confinement. Biophys J,2014,106(2):637a一638a 24. Vahey MD. Fletcher DA.The biology of boundary conditions:Cellular recOnstituti0n in one.two.and three dimensions.Curr Opin Cell B/o‘2014,26:60-68 25.J ̄gou A。Cartier M,Romet—Lemonne G.Formin mDial senses and generates mechanicaI forces on actin iflaments.Nat Commun.201 3.4:1 883 26. Bausch AR, Kroy K. A bottom—up approach to cell mechanics.Nat Pn ,2006,2(4):231—238 27.Mofrad MR.Kamm RD.Cytoskeletal mechanics:Modeis and measurements.New York:Cambridge University Press, 2006 28.Mofrad MR.Rheology of the cytoskeleton.Ann Rev Fluid Mech,2009,41:433-453 190 856-860 32.Footer MJ,Kerssemakers JW,Thenot JA。Dogterom M. Direct measurement of force generation by actin filament polymerization using an optical trap.Proc NaU Acad Sci, 2007,104(7):2181 2186 33.Parekh SH,Chaudhuri O,Theriot JA,Fletcher DA.Loading history determines the velocity of actin-network growth.Nat Ceil Biol,2005,7(12):1219 1223 34.Prass M,Jacobson K,Mogilner A,Radmacher M.Direct measurement of the lamellipodial protrusive force in a migrating cel1.J Cell B/ol,2006,1 74(6):767—772 35.Danciu TE,Gagari E,Adam RM,Damoulis PD,Freeman MR. MechanicaI strain delivers anti.apoptotic and proliferative signals to gingival fibroblasts.J Dent Res, 2004,83(8):596 601 36.Joshi SD,Webb K.Variation of cyclic strain parameters regulates development of elastic modulus in fibroblastJ substrate constructs. J Orthop Res, 2008, 26(8): 1105-1113 37.Lieleg O。Claessens MM,Bausch AR.Structure and dynamisc of cross-linked actin networks.Soft Matter,201 0, 6(2):21 8-225 38.Lieleg O,Claessens MM,Heussinger C,Frey E。Bausch AR.Mechanics of bundled semiflexible polymer networks. Pnys Review Lett,2007,99(8):0881 O2 39.Lieleg O,Schmoller KM,Cyron CJ,Luan Y,Wall WA, Bausch AR. Structural polymorphism in heterogeneous cytoskeletal networks.Soft Matter,2009,5(9):1 796-1 803 40.Risca VI,Wang EB,Chaudhuri O,Chia JJ,Geissler PL, Fletcher DA. Actin filament curvature biases branching direction.Proc NaU Acad Sci,2012,109(8):2913-2918 41.Wong GC,Lin A,Tang JX,Li Y,Janmey PA,Safinya CR. Lamellar phase of stacked two-dimensionaI rafts of actin iflaments.Phys Review Lett,2003,91(1):018103 42.Diz-Mufioz A。Krieg M,Bergert M,Ibarlucea-Benitez l, Muller DJ,Paluch E,Heisenberg C.Control of directed call migration/n vivo by membrane·to-cortex attachment.PLoS B『0L 2010,8(11):el000544 43.Chaudhuri O。Parekh SH,Fletcher DA.Reversible stress softening of actin networks.Nature,2007,445(7125): 295-298 44.Storm C。Pastora JJ,MacKintosh FC,Lubensky TC, Janmey PA.Nonlinear elasticity in biologiacl gels.Nature, 2005.435(7039):191-194 45. Janmey PA, Weitz DA.Dealing with mechanics: ACTA BIOPHYSICA SINICA l Vo1.30 No.3 1 Apr.2014 贾康昱等:细胞骨架动态重组及其力学行为研究进展 Mechanisms of force transduction Ramaswamy S,Rao M.Active-filament hydrodynamics: Instabilities,boundary conditions and rheology.New J P , Sci,2004,29(7):364—370 46.GardeI ML,Shin JH,MacKintosh FC,Mahadevan L, Matsudaira P,Weitz DA.Elastic behavior of cross-linked 2007,9(1 1):423 Cates ME,Fielding SM,Marenduzzo D,Orlandini E, Yeomans JM. Sheadng active gels close to the and bundled actin networks.Science,2004,3o4(5675): 13O1 13O5 47. MacKintosh FC.Polyme ̄based models of cytoskeletal networksH Mofrad MR.Kamm RD.Cytoskeletal mechanics: Models and measurements. University Press,2006:152—169 New York: Cambridge isotropic-nematic transition.Phys Rev Lett,2008,101(6): 0681O2 62.Dowling EP, Ronan W, McGarry JP. Computational investigation of in situ chondrocyte deformation and actin cytoskeleton remodelling under physiologialc loading.Acta 48.Janmey PA,McCulloch CA.Cel mechanilcs:Integrating cel lBiomater,201 3,9(4):5943 5955 responses to mechanical stimuli.Ann Rev Biomed Eng, 2007.9:1~34 49.Xiong Y,Huang C,Iglesias PA,Devreotes PN.Cells navigate a  ̄ceal--exeitation, gIobal nhib |c bias ed excitable network.Proc Nat/Acad Sci,201 0,1 07(40): 1 7079-1 7086 50.Uyeda TQ,1wadate Y,Umeki N,Nagasaki A,Yumura S. Stretching actin filaments within cells enhances their affinity for the myosin II motor domain.PLoS One,2011,6(10): e26200 51.Solon J,Kaya-Copur A,Colombelli J,Brunner D Pulsed forecs timed by a ratchet—like mechanism dnve directed tissue movement during dorsal closure.Cell,2009,1 37(7): 1331-1342 52.Guilak F,Haider MA,Se ̄on LA,Laursen TA,BaaUens FP. Multiphasic models of call mechanics//Mofrad MR,Kamm RD.Cytoskeletal mechanisc:Models and measurements. New York:Cambridge University Press,2006:84—1 02 53.Pollack GH.Cells,gels and mechanics//Mofrad MR. Kamm RD. Cytoskeletal mechanics: Models and measurements.New York:Cambridge University Press, 2006:129-151 54.Trepat X,Deng L,An SS,Navajas D,Tschumperlin DJ, Gerthoffer WT,Butler JP。Fredberg JJ.Universal physiacl responses to stretch in the living cel1. Nature, 2007, 447(71441:592-595 55.Deshpande VS,McMeeking RM,Evans AG.A model for the contractiliyt of the cytoskeleton including the effects of stress-ifbre formation and dissociation.Proc Roy Soc A Math,P Eng Sci,2007,463(2079):787—81 5 56.Vernerey FJ,Farsad M.A constrained mixture approach to mechano-sensing and force generation in contractile cells. J Mechan Behav Biomed Mater,2011,4(8):1683—1699 57.Ateshian GA,Humphrey JD.Continuum mixture models of biological growth and remodeling:Past successes and future opportunities.Ann Rev Biomed Eng,2012, 14: 97-111 58. Farsad M。 Vernerey FJ. An XFEM.based numeriacI strategy to model mechaniacl interactions between biological cells and a deformable substrate.Int J Numer Meth Eng,2012,92(3):238-267 59.Zeng X,Li S.A three dimensional soft ma ̄er cell model f0r mechanotransduction. Soft Matter, 201 2,8(21): 5765-5776 WWW.cjb.org.cn『ACTA BIOPHYSICA SINICA 63.Hsu HJ,Lee CF,Kaunas R.A dynamic stochastic model of frequency-dependent stress fiber alignment induced by cyclic stretch.PLoS One,2009,4(3):e4853 64.Na S,Meininger GA,Humphre ̄JO.A theoretical mode ̄ for F-actin remodeling in vascular smooth muscle calls subjected to cyclic stretch.J Theor Biol,2007,246(1): 87-99 65.Palmer JS, Boyce MC. Constitutive modeling of the stress.strain behavior of F.actin filament networks. Acta Biomater,2008,4(3):597 61 2 66.Desprat N,Richert A,Simeon J,Asnacios A.Creep function of a single living cel1.Biophys 2005,88(3): 2224-2233 67. Mogilner A, Oster G. Cell motility driven by actin polymerization.Biophys J,1 996,71(6):3030—3045 68.Stamenovi ̄D,Fredberg JJ,Wang N,Butler JP,Ingber DE.A microstructural approach to cytoskeletal mechanics based on tensegriyt.J Theor Biol,1996,侣1(2):125—136 69. Boey SK, BoaI DH,Discher DE. Simulations of the erythrocyte cytoskeleton at large defc}rmation.I.Microscopic models.Biophys J,1998,75(3):1573—1583 70.Stamenovi ̄.D.Models of cytoskeletal mechanics based 0n tensegdty II Mofrad MR, Kamm RD. Cytoskeletal mechanisc: Models and measurements. New York: Cambridge University Press,2006:103 ̄128 71.Coughlin MF,Stamenovic D.A tensegdty model of the cytoskeleton in spread and round cells.J Biomech Eng, 1998,120(6):770—777 72.Head DA,Levine AJ, MacKintosh FC.Deformation of cross—linked semiflexible polymer networks.Phys Rev Lett, 2003,91(1O):108102 73.Roy S.Qi HJ.Micromechanical modeI for elasticity of the cell cytoskeleton.F yS Rev E 2008,77(6):061916 74.Ingber DE.Tensegrity:The architectural basis of cellular mechanotransduction. Ann Rev尸n 『0‘ 1 997, 59(1): 575-599 75.Ingber DE.Tensegriyt 1.Cell structure and hierarchical systems biology.J Cell ScL 2003,116(7):1157-1173 76.Maudn B,Cafiadas P, Baudriller H, Montcourrier P. Be ̄ache N.MechanicaI model of cytoskeleton structuration during cell adhesion and spreading.J Biomech,200841(9):2O36—2041 77.Bararto S,Clausen CH,Perrault CM,Fletcher DA。Lacroix D.A multi-structural single cel lmodel of force.induced 191 生物物理学报2014年第3O卷第3期 interactions of cytoskeletal cornponents.Biomaterials,201 3, captures semiifexible filament dynamics.Phys Rev E 2009。 34(26):61 19—6126 78.Kang J.Spatiotemporal modeling of actin cytoskeletal mechanics linked to morphology and mechanotransduction. Carnegie Mellon University,201 3 79.Kang J,Steward RL,Kim Y,Schwartz RS,LeDuc PR, Puskar KM.Res:ponse of an actin filament network model under cyclic stretching through a coarse grained Monte 79(11:O11906 85.Chandran PL.Mofrad MR.Averaged implicit hydrodynamic model of semilfexible filaments.Phys Rev E,201 0,81(3): 031920 86. Cyron CJ, MOiler KW, Bausch AR. Wal WA.I Micromechanicaf simulaUons of biopolymer networks with ifnite elements.J Comput Phys,201 3 244:236-251 87.Cyron CJ。Wa¨WA.Numedcal method for the simulation 0f the Brownian dynamis of rcod—like microstructures with three-dimensionaI nonlinear beam elements.Jnf J Numer Cado approach.J Theor Bio‘2011,274(1):109-119 80.Gong J,Zhang D,Tseng Y,Li B,Wirtz D,Schafer BW. Form-finding model shows how cytoskeleton network sliifness is realized.PIoS One,2013,8(10):e77417 Meth Eng,2012,9O(8):955-987 81.吕守芹,龙勉.分子动力学模拟与分子生物力学.生物物理学 88.Cyron CJ。WalI WA.Consistent finite.element approach to 报,2012。26(1):6-14 LV SQ.Long M. Molecular dynamics simulation and Brownian polymer dynamics with anisotopirc friction。Phys Rev E 2010。82(06670562) 89.Cyron CJ。Wall WA.Finite—element approach to Brownian molecular biomechanics.Acta Biophys Sin,2012,28(1): 6-14 dynamis ofc polymers.P—ys Rev E 2009,8O(6):066704 90.Lin Y,Wei X,Q Jan J。Sze KY,Shenoy VB.A combined 82.Saunders MG,Voth GA.Coarse-graining methods for omputcational biology.Ann Rev Biophys,201 3,42:73-93 83.Kim T,Hwang W,Kamm RD.Computational analysis of a ifnite element-Langevin dynamics(FEM LD)approach for analyzing the mechanical response of bio-polymer cross-linked actin—like network.Experim Mech,2009.49(1): 91-104 networks.J Mech Phys So ̄Ms,2014,62:2-18 91.Hosek M,Tang JX.Polymer-induced bundling of F actin 84. Chandran PL. Mofrad MR. Rods.on—string idealization and the depletion force.Phys Rev E 2004,69(5):051 907 Progress on Study of Reorganization and Mechanical Behaviors of Cytoskeleton JIA Kangyu,LIU Xiaohu Department of Mechanics,Huazhong University of Science and Technology,Wuhan 43DD74,China This work was supposed by a grant fr0m The National Natural Science Fundation of China(111172110) Received:Apr 1,2014 Acceptd:Apre 20,2014 Corresponding author,LIU Xiaohu,Tel:+86(27)87543538,E-mail:xhliu@hust.edu.cn Abstract:Cytoskeleton is a multiscale dynamic networks,and plays an essential role in many biological processes,such as cell spreading,migration and response to extra cell matrix.The reorganization processes and polymorphism of cytoskeletal networks determine the mechanical behavior and stability of a cel1. Exploring the micro-mechanism of these dynamic behaviors is a challenging problem.In this paper,the latest developments of experimental and theoretical studies on the reorganization and mechanicaI behaviors of cytoskeleton are reviewed.Future development directions and applications of cytoskeleton mechanics are also prospected. Key Words:Molecular cytobiology;Cytoskeleton;Micro—structure;Reorganization;Mechanotransduction DO1:10.3724/SP.J.1260.2014.40048 192 ACTA BIOPHYSICA SINICA 1 Vo1.30 No.3 l Apr.2014